引用第32楼kaol于2007-08-24 10:27发表的:
肌肉拉伤是否就是皮下肌肉组织被过度拉伸得断裂掉了?
一篇简单的综述:
骨骼肌损伤的诊断和治疗研究进展
曹深诚
骨骼肌损伤是体力劳动和运动训练中的常见疾患,伤后愈合时间长且愈合质量不可靠,容易疼痛、僵硬、再次损伤和肌萎缩、直至肌肉疤痕形成,导致运动能力丧失。骨骼肌损伤严重地影响着人们的工作能力、运动训练和正常生活[1,2,3]。因此,研究骨骼肌损伤的诊断方法,探索有效的治疗方法,有着重要的理论和实践意义。这篇文章综述了基本的影像技术和普通骨骼肌损伤相关的资料,以引导骨骼肌损伤后的治疗。
1. 骨骼肌损伤的分类和分度
一般运动相关的骨骼肌损伤主要分为两种类型:剪式损伤(shearing injury)及原位损伤(in situ injury)。
剪式损伤为肌肉纤维和结缔组织架构均受到撕裂的一种骨骼肌损伤,是最常见的一种运动创伤,包括牵拉伤、钝挫伤和较少见的撕裂伤。牵拉伤的作用机制为肌肉受到过强的张力导致其过度伸展,一般在跨越两个关节的肌肉上加上离心收缩时发生[4],多发于田径、水上项目、举重等过度使用性项目[1,5]。钝挫伤(图4)均因为肌肉受到外物及肌肉下骨的挤压而导致,多发生于冲撞性体育运动项目中,如足球、篮球等球类项目。牵拉伤和钝挫伤于所有运动相关性骨骼肌创伤中占大约90%。剪式肌肉损伤常常伴有肌肉内局部神经轴突的损伤,可造成相认肌纤维的失神经支配。原位损伤只有病灶的肌纤维局部损伤,而基底细胞层和肌膜保持完整的一种骨骼肌损伤[6]。这种损伤程度较轻,常见于离心运动负荷后造成的迟发性肌肉疼痛。严重的可以伴有肌肉纤维的坏死,多发生于缺乏训练的骨骼肌,因为过度使用导致的肌肉水肿、或骨筋膜室综合征伴严重缺血时[2,7,8]。
骨骼肌钝挫伤和牵拉伤分为3度:(I度)-即轻度,很少的肌肉纤维撕裂,伴轻微的肿胀和疼痛不适,伴或不伴有轻微的肌力下降和活动受限;(II度)- 即中度,较多的肌肉纤维撕裂,有明显的肌力下降和活动受限;(III度)- 即重度,为整个肌肉的横切面完全撕裂,肌力和活动度明显下降或丧失[9,10,11]。本实验未入纳B型超声波检查确认肌肉为Ⅲ度损伤,即完全撕裂者,因为目前认为肌肉完全撕裂的治疗方法有所不同。
2. 骨骼肌损伤的自我修复
骨骼肌损伤后的自我修复是其损伤病理过程中的一部分。它是通过肌组织的同种特异性细胞的再生而重建其原有的正常结构与功能,是对损伤过程中丧失的肌组织的补偿。骨骼肌损伤后的修复过程分三期:(1)破坏期:此期肌肉损伤处血肿形成,肌肉组织坏死、退变,以及炎症细胞浸润。肌纤维膜受损,细胞内Ca2+外溢[12,13] ,局部Ca2+升高,激活Ca2+依赖性蛋白酶、抑制线粒体呼吸,导致损伤肌肉坏死、退化,中性粒细胞侵润,巨噬细胞游戈到损伤处吞噬坏死组织[14] ,发生于伤后数天;(2)增殖修复期:此期坏死组织吞噬,骨骼肌再生,产生结缔组织疤痕和新生毛细血管,损伤肌肉周围处于静止期的卫星细胞受生长因子以及损伤肌肉释放的信号的刺激活化[15],游移到损伤处增生、延伸;新形成的肌管向幸存肌纤维融合,形成纹状肌;成纤维细胞侵入间隙,产生细胞外基质恢复连接组织构架,传送跨越缺损的负荷,同时伴有组织的再血管化;如果损伤范围过大,成纤维细胞的过度增生形成大量致密结缔组织,阻碍肌肉的再生。始于伤后7-10天,伤后2周达到高峰,3-4周开始下降;(3)再塑型期:再生骨骼肌成熟,瘢痕组织机化;因瘢痕化,自然愈合骨骼肌不可能完全恢复到伤前的功能状态[16-19]。疤痕的形成出现于修复末期。
3. 骨骼肌损伤的诊断研究进展
随着科技的发展,骨骼肌损伤的诊断方法日益更新。最初,临床检查骨骼肌损伤是通过对骨骼肌损伤处外观的观察和损伤后骨骼肌功能的测试以及受伤后引起的肿胀和瘀癍等病征来诊断的,主要依靠医生的临床体检及经验决定骨骼肌损伤的程度和治疗方法,然而这样会缺乏科学的证据,难以确定损伤的分度以及定位。但骨骼肌损伤引起的一些病症仅靠这些方法很难诊断,如肌腹深处的血肿。随着影像医学的发展,影像技术(包括超声波成像、计算机体层摄影成像,磁共振成像术)使得诊断更加准确,使一些原来难以诊断或不可能诊断的骨骼肌损伤得以明确诊断。不同影像技术的成像原理和优缺点各有不同[20,21]。
3.1超声波成像诊断
超声波成像的原理:人体结构对超声而言是一个复杂的介质,各种器官与组织,包括兵力组织有它特定的声阻抗和衰减特性[21]。超声射入体内,将经过不同声阻抗和不同衰减特性的器官和组织,从而产生不同的反射和衰减,这种不同的反射与衰减是构成超声图象的基础[22]。
因为超声波检查有轻便、易用、及成本较低等优点,所以被一般认为是对骨骼肌损伤首选的评估方法[23]。但是虽然超声波检查具有优良的三维成像能力,但其对比度不如核磁共振(MRI),尤其于亚急性或慢性期,损伤相关的积液己被吸收时,超声波检查更没有优势[23]。又由于超声波在较长距离时会衰减又不能反射,当评估运动员等肌肉体积较大或较深部的肌肉损伤时尤其困难。所以超声波检查较适合于对浅部受伤或体积较小的肌肉受伤时使用[24,26]。另一个相对的局限是其评估的效度非常依赖操作者的技能和经验,所以只适合给经过专门训练的人使用[25]。
3.2计算机体层摄影成像(CT)诊断
CT的原理是当窄X线束经人体薄层内的器官和组织衰减后,检测器将含有该组织和器官的图像信息的X线转变为相应的电信号,计算机把这些信息经过系列的计算、处理、存储等,最后在屏幕上依据不同器官或组织的密度表示出不同的灰度,可显示人体这一体层平面上的器官或组织的图像。
CT为最先被采用作骨骼肌损伤横断面影像检查的方法,但是由于其对软组织显影的对比程度不如MRI,所以CT作为评估骨骼肌损伤的角色渐渐地被退出[26]。现在主要对于骨化性肌炎等有骨性组织密度增高的并发症较为有用。
3.3核磁共振(MRI)成像诊断
MRI的基本原理是利用一定频率的电磁波,照射处于磁场中的人体,使人体中各种不同组织的氢核发生共振,氢核共振吸收电磁波的能量,随后又发射电磁波,MRI系统探测到电磁波信号,经计算机处理和图象重建,得到人体的断层影像。
MRI有其较高的软组织对比度,优良的三维表现能力及可重复性。临床上某些医护人员比较喜欢利用它作为骨骼肌损伤的评估方法。它可以同时透过垂直面和水平面判断骨骼肌损伤的形状和程度,又可以观察损伤内的积液和血肿[24]。
临床上通常会同时使用T1及T2加权来观察解剖学的改变和病理性改变如水肿等。脂肪组织在T1加权时(和某些T2加权,例如高速旋转回声)会表现为光亮的影像。而肌肉表现为中间强度的信号,提供了详细的解剖特征。一般来说,T2加权影像可以清楚地显示游离的水质子,所以可以轻易地观察到涉及积液或水肿等病理过程[27,28]。
另外,研究证明,如腘绳肌损伤等大肌肉损伤通常都涉及各个部位和多块肌肉,所以利用MRI可以评估整群肌肉的情况,而不是单单观察疼痛局部[27,29,30]。
MRI和超声波检查的另一个优点是可以提供肌肉损伤后出现的血肿的准确位置和体积、判断血肿为肌肉内还是在肌肉外,这对临床治疗十分重要,尤其当血肿体积较大型时,可能会造成骨筋膜室综合征或明显的疼痛,这时候就必须进行抽液。而超声波检查更可以做到实时发现实时抽液[30]。
总的来说,MRI是医生较喜欢采用的评估方式,因为它对比度极高、重复性好以及可以提供细致的解剖特征。超声波检查也因为其成本低廉和轻便携带等特性,而致部分医生提倡使用它作为前线诊断的方式。而越来越少人以CT作为骨骼肌损伤的诊断方式。
除此之外,骨骼肌细胞损伤后很多生物指标的变化都可以反映骨骼肌细胞的损伤,所以这些生物指标可以作为检测骨骼肌细胞损伤的手段。如脂质过氧化(可测TBARS、isoprostanes、MDA的变化)、细胞膜损伤(可测CK、LDH、ALP的变化,膜蛋白的活性)、DNA损伤(8-OhdG肌组织的含量、NDA修复酶的活性)。
目前,还没有哪一种诊断方法能达到100%的正确。所以应根据诊断的需要,考虑不同诊断方法的优缺点,选择适宜的诊断方法进行检查,进行仔细的综合分析,从而得到正确的诊断。
4. 骨骼肌损伤的治疗研究进展
骨骼肌损伤的类型、程度是治疗进程的主要决定因素[9]。在骨骼肌损伤后采用的传统治疗方法多局限于休息、冰敷、加压包扎及抬高患肢等RICE原则急性期处理;非甾体类消炎止痛药(NSAIDS)药物治疗;牵拉伸展训练、等长肌力训练、热疗、水浴等物理治疗以及针灸、推拿等中医治疗[2,9,16,31]。这些方法在短期内可缓解疼痛,对促进肌肉的再生、减少瘢痕的形成作用很小,肌肉未能完全恢复原有功能,再次参加运动,容易造成再次损伤[32]。因此,提高肌肉的再生能力和阻碍肌肉的纤维化是肌肉损伤后治疗的关键。
4.1生长因子疗法
在骨骼肌再生、发育过程中,生长因子和细胞因子可促进骨骼肌细胞的生长和蛋白质的分泌,如IGF-1、NGF、FGF等[33,34]。每种生长因子都起着特定的作用。
IGF(Insulin-like growth factor) 是一族既有胰岛素样合成代谢作用又有生长促进作用的多肽,主要包括IGF-1和IGF-2两种。IGF-1是成肌细胞的促分裂剂,对骨骼肌的生长尤为关键[35,36]。适当地应用IGF-1能增加肌肉蛋白的含量和降低蛋白质的分解[37]。另外,利用外源生长激素或腺相关病毒载体转入IGF-1,提高IGF-1的内源表达,可以减少肌肉质量、力量的下降[38]。同时, IGF-1的过量表达对骨骼肌损伤也存在副作用, Michael等发现过量表达IGF-1 的转基因小鼠可导致肌肉肥大症[39]。
近来发现NGF(Nerve
growth factor)也能促进损伤肌肉的愈合。研究发现肌肉损伤后第2天、第5天和第7天在损伤处注射IGF-1或NGF均可促进肌纤维再生,治疗组损伤处表面及深面的肌纤维直径同正常纤维相似,表面纤维化也少于自然愈合组[40]。研究结果还发现NGF可以增加损伤肌纤维的数量、直径以及增加快速收缩力,但却不能改善肌强直力[32]。
还有一些生长因子可以激活卫星细胞,提高损伤后肌肉的再生能力。目前知道,HGF(Hepatocyte growth factor)能激活静止期的卫星细胞。HGF是 c-met基因产物的配体,表达于损伤肌肉的卫星细胞。在损伤起始阶段HGF激活卫星细胞,并阻断活化的卫星细胞分化。当卫星细胞达到一定数量,在适合的条件下,就会进一步启动肌纤维的融合[41]。但是,Miller等发现HGF仅增加成肌细胞的数量,但是不能提高肌肉再生的质量。LIF(leukemia inhibitory factor)是另一个能激活卫星细胞的生长因子。初步研究表明LIF能够增强肌肉的愈合能力,但是具体机制仍需进一步地研究[42]。
生长因子过量表达也会产生一些副作用。如TGF-对骨骼肌生长起着负相调节,促使肌细胞纤维化,抑制肌细胞再生和肌管融合[43]。因此,研究者想通过用抑制纤维化的物质来减少纤维化的产生。Sato[44]等在损伤局部注射IGF-1治疗骨骼肌损伤的同时,还使用了decorin抑制骨骼肌纤维化。研究表明两种药物的同时使用不仅促进肌肉再生,还减少纤维化的产生,提高修复后肌肉收缩力。
很多单个生长因子治疗骨骼肌损伤的作用机制已获得研究成果,但是损伤肌肉再生是一个复杂的过程,需要多种因子的协同作用。目前的研究倾向多种生长因子的协同治疗,以提高肌肉愈合的质量。
4.2基因疗法
虽然注射过程的简易性和安全性是人工合成生长因子治疗骨骼肌损伤的优势,但是人工合成生长因子在注射处不能保持长时间的有效浓度,大大降低了疗效。因此,研究者设想通过基因疗法在骨骼肌损伤处转入生长因子等基因,表达高浓度的生长因子。
利用基因疗法治疗骨骼肌损伤首要解决的问题是如何把目的基因转入损伤处的细胞,以达到预期的治疗效果。病毒载体(腺病毒、逆转录病毒、腺相关病毒)和非病毒载体都可以用转导基因到损伤的骨骼肌[45,46]。Shiotani[47]等利用Sendai病毒载体将hIGF-I基因导入大鼠成肌细胞培养液或大鼠肌肉中,数天后检测到hIGF-I的表达,观察到大鼠肌肉中肌纤维的再生。Doukas[48]等将FGF-2基因转入损伤骨骼肌中,与对照组相比,损伤处的CD31+血管内皮细胞、肌肉动脉密度和再生肌管数量显着增加。并且研究进一步发现,转基因载体和胶原-凝胶固定混合物一起注入损伤肌肉中,促进骨骼肌肌管、血管形成的效果优于单纯注入转基因载体。Takahashi[49]等用电转化的方法将IGF-1基因转入骨骼肌损伤处,14天后再生肌纤维的数量明显多于对照组,28天后再生肌纤维的直径大于对照组,并且IGF-1表达的部位能够集中在肌肉损伤部位。研究发现,利用电转化方法转导IGF-1促进损伤骨骼肌的再生能力,是一种简单、安全、便宜和高效的方法[50]。
随着基因治疗技术的发展,运用基因疗法治疗骨骼肌损伤有着非常广阔的前景。
4.3干细胞疗法
目前干细胞研究成为医学领域研究的热点,肌肉干细胞参与分化骨骼肌而受世人关注。干细胞是指具有自我更新、高度增殖和多向分化潜能的细胞群体,即这些细胞可以通过细胞分裂维持自身细胞群的大小,同时又可以进一步分化为各种不同的组织细胞,从而构成机体各种复杂的组织器官[51,52]。
在成体骨骼肌的肌细胞膜和基膜之间含有具有增殖和分化能力的卫星细胞(satellite cells,SC),骨骼肌卫星细胞长期被认为是单能干细胞,在骨骼肌的损伤、修复和维持中起重要作用。近年研究发现,成体骨骼肌中不但存在单能的卫星细胞,而且还含有多能的肌源干细胞(muscle-derived stem cell, MDSC)。1999年Jackson [52]等报道利用Hoechst/FACS(Fluorescence-activated cell sorting, FACS)法从小鼠骨骼肌中分离到一群与卫星细胞明显不同的肌源干细胞(muscle-derived stem cells,MDSC),又称SP细胞(side populations ,SP),这些细胞表达造血干细胞的表面标志Sca1、CD34,当从静脉注射到经致死照射的小鼠体内,能有效重建造血功能。Seal P[53]等利用完全缺乏卫星细胞的pax7-/-小鼠研究发现其体内具有造血分化潜能的SP细胞数不变化,从而进一步说明这种具有分化多能性的肌源干细胞与卫星细胞是两种不同的细胞。随后的一系列研究发现,肌源干细胞不但能分化为成熟的骨骼肌细胞,而且在适当的环境条件中可横向分化为血细胞、成骨细胞、内皮细胞、神经细胞等细胞类型。这种具有较强可塑性的肌源干细胞分布广泛、来源丰富,为自体干细胞治疗遗传缺陷性或退行性疾病及组织器官损伤的修复提供理想的种子细胞。近年研究者开始考虑运用MDSC治疗骨骼肌疾患,Lee[54]等将MDSC注入杜兴肌营养障碍小鼠肌肉中检测到肌肉的再生。
肌源干细胞的可塑性为其临床应用展示了更为广阔的前景:从患者身上直接分离干细胞,进行体外大量增殖,诱使它们分化为所需细胞类别,再将它们移植回病人体内,这样不会因发生免疫排斥反应而失败,同时还可以避免使用来源于人体或胎儿的干细胞所带来伦理上的争端。但目前在肌源干细胞的研究中还面临以下几个问题:①肌源干细胞的起源及其最佳的分离纯化方法;②肌源干细胞的特异性标志及其鉴定;③如何保持肌源干细胞的原始特征及可塑性条件下进行大量扩增,以获得临床治疗所要的细胞数量;④对肌源干细胞的分化机理还不清楚,无法对其定向分化进行调控。Li[55]等将MDSC注入骨骼肌撕裂处,发现MDSC在未损伤处分化为大量肌纤维,而撕裂处的MDSC逐渐被成纤维细胞取代。这说明要使移植的MDSC分化为肌纤维,必须诱导MDSC向修复方向发展。
除了肌源性干细胞,非肌源性干细胞也可以用于修复骨骼肌损伤。Fukada[56]等将外源性的骨髓细胞和胎肝细胞移植到肌营养障碍小鼠肌肉,结果发现外源性骨髓细胞和胎肝细胞可以分化为肌卫星细胞,参与肌纤维再生。
随着干细胞技术的发展,人造组织已经开始应用。当肌肉遭到严重损伤无法修复时,必须借助移植的成人肌肉干细胞来促进肌肉的恢复,这一研究也是各国医学界的重点。然而在成人体内,肌肉干细胞的数量非常少,很难提取出自然状态下的这种细胞,大大地限制了肌肉细胞治疗的发展,仍需要进行大量的实验研究工作来解决这些问题。
综上所述,治疗骨骼肌的损伤是一个复杂的过程。今后的发展趋势是从单纯治疗向综合治疗发展。利用基因技术结合干细胞治疗以及多种生长因子的协同治疗,进一步提高治疗骨骼肌损伤的质量。
现时有关骨骼肌损伤治疗的发展将变得越来越重要,同时,影象学的分析和分类将可能提供更好的预后讯息。所以,我们需要继续对骨骼肌损伤的诊断及治疗作进一步的研究,以提供更佳的医疗保障。
5. 参考文献
[1] Kirk
S., Oldham J., Kambadur R., et al. Myostatin regulation during skeletal muscle
regeneration. J Cell Physiol, 2000; 184(3):356-363
[2] John M. Beiner, et al. Muscle Contusion
Injuries: Current Treatment Options J Am Acad Orthop Surg, 2001: 227-237
[3] J
Petersen, P Hölmich Evidence based prevention of hamstring injuries in sport.Br
J Sports Med. 2005;39;319-323
[4] K.
Anderson, S.M. Strickland and R. Warren, Hip and groin injuries in athletes, Am
J Sports Med 29 (2001):521–533.
[5] Garrett
We Jr. Muscle strain injury: clinical and basic aspects. Med Sci Sports Exerc
1990;22:436-443
[6] Kalimo
H, Rantanen J, Jarvinen M., Soft tissue injuries in sport [J]. Balliere Clin Orthop, 1997, 2:1-24.
[7] 任玉衡,田得祥,史和福,等. 优秀运动员的运动创伤流行病学调查. 中国运动医学杂志. 2000;19:377-386
[8] Jarvinen
T.A., Jarvinen T.L., Kaariainen M., et al. Muscle injuries: biology and
treatment, Am J Sports Med 33 (2005), 745–764
[9] Peter
B., Karim K. Treatment used for musculoskeletal conditions: more choices and
more evidence. Clinical sports medicine. Australia. McGraw-Hill Australia
Pty Ltd. 2005: 129-157
[10] Barr
CE, Schulman K, Iacuzio D, et al. Sports-Related Muscle Injury in the Lower
Extremity. Clin Sports Med. 2006 Oct;25(4):803-42.
[11] B.
Zarins, J.V. Ciullo. Acute muscle and tendon injuries in athletes. Clin Sports
Med. 1983 (2):167–182.
[12] Thomas
M. Best, Russel Fiebig, David T. Corr, et al. Free radical activity,
antioxidant enzyme, and glutathione changes with muscle stretch injury in
rabbits. J Appl Physiol, 1999; 87: 74-82
[13] TA
Jarvinen, M Kaariainen, M Jarvinen, et al. Muscle strain injuries. Curr Opin
Rheumatol, 2000; 12(2): 155-61
[14] B.
A. St Pierre, J. G. Tidball. Differential response of macrophage subpopulations
to soleus muscle reloading after rat hindlimb suspension. J Appl Physiol, 1994;
77: 290-7
[15] Hurme
T, Kalimo H. Activation of myogenic precursor cells after muscle injury. Med
Sci Sports Exerc, 1992; 24:197-205
[16] 卫宏图,陈世益.骨骼肌损伤的治疗研究进展.中国运动医学杂志, 2004,23(5):572-576
[17] Sato
K, Li Y, Foster W, et al. Improvement of muscle healing through enhancement of
muscle regeneration and prevention of fibrosis. Muscle Nerve 2003;28(3): 365-72
[18] Huard
J, Li Y, Fu FH. Muscle injuries and repair: current trends in research [J]. J
Bone Joint Surg Am, 2002, 84-A (5):822-832.
[19]
T M Best, K D Hunter. Muscle injury and repair. Phys Med Rehabil Clin N Am,
2000; 11(2): 251-6
[20] Arthur
A. De Smet, Thomas M. Best. MR Imaging of the Distribution and Location of
Acute Hamstring Injuries in Athletes. Am. J. Roentgenol., 2000; 174: 393 – 399
[21] P
Aspelin, O Ekberg, O Thorsson, et al. Ultrasound examination of soft tissue
injury of the lower limb in athletes. Am. J. Sports Med., 1992; 20: 601-603
[22] 吴筱辉, 等. 超声在肌肉肌腱及软组织检查中的应用. 浙江临床医学 .2001; 4 (3) 4: 298
[23] Martin
T, Susan V.K. Musculoskeletal Ultrasound: An Alternative Imaging Modality for
Sports-Related Injuries. Topics in Magnetic Resonance Imaging. Philadelphia.
Lippincott Williams & Wilkins, Inc. 2003; 14 (1): 103–112
[24] De
Marchi A, Robba T, Ferrarese E, et al. Imaging in musculoskeletal injuries:
state of the art. Radiol Med (Torino). 2005
Jul-Aug; 110(1-2):115-31
[25] 赵立国,张长民,
刘健. 肌肉损伤的B超诊断与治疗观察. 中国医学影像技术. 1997;13(2):165-166
[26] W.E.
Garrett Jr., F.R. Rich and P.K. Nikolaou et al., Computed tomography of
hamstring muscle strains, Med Sci Sports Exerc 1989 (21):506–514.
[27] D.A.
Connell, M.E. Schneider-Kolsky, J.L. Hoving et al., Longitudinal study
comparing sonographic and MRI assessments of acute and healing hamstring
injuries, AJR Am J Roentgenol 2004 (183): 975–984
[28] R.D.
Boutin, R.C. Fritz, L.S. Steinbach. Imaging of sports-related muscle injuries,
Radiol Clin North Am 2002(40): 333–362
[29] A.A.
De Smet, T.M. Best. MR imaging of the distribution and location of acute
hamstring injuries in athletes, AJR Am J Roentgenol 2000 (174):393–399
[30] J.P.
Slavotinek, G.M. Verrall, G.T. Fon, Hamstring injury in athletes: using MR
imaging measurements to compare extent of muscle injury with amount of time
lost from competition, AJR Am J Roentgenol 2002 (179):1621–1628
[31] Robert
G.. Treatment used for musculoskeletal conditions: more choices and more
evidence. Clinical sports medicine. Australia. McGraw-Hill Australia
Pty Ltd. 2005: 133
[32] C
Kasemkijwattana, J Menetrey, G Somogyl, et al. Development of approaches to
improve the healing following muscle contusion. Cell Transplant, 1998; 7(6):
585-98
[33] M
Cantini, U Carraro. Macrophage-released factor stimulates selectively myogenic
cells in primary muscle culture. J Neuropathol Exp Neurol, 1995; 54(1): 121-8
[34] D
J Burkin and S J Kaufman. The alpha7beta1 integrin in muscle development and
disease. Cell Tissue Res, April 1, 1999; 296(1): 183-90
[35] S
E Damon, K L Haugk, R S Birnbaum, et al. Retrovirally mediated overexpression
of insulin-like growth factor binding protein 4: evidence that insulin-like
growth factor is required for skeletal muscle differentiation. J Cell Physiol,
1998; 175(1): 109-20
[36] J
C Engert, E B Berglund, N Rosenthal.
Proliferation precedes differentiation in IGF-I-stimulated myogenesis. J. Cell
Biol., 1996; 135: 431
[37] M
M Zdanowicz, J Moyse, M A Wingertzahn, et al. Effect of insulin-like growth
factor I in murine muscular dystrophy Endocrinology, 1995; 136: 4880
[38] Maxine
A. Papadakis, Deborah Grady, et al. Growth Hormone Replacement in Healthy Older
Men Improves Body Composition but Not Functional Ability Ann Intern Med, 1996;
124: 708 – 716
[39] Michael
E. Coleman, Francesco DeMayo, Kuo Chang Yin, et al. Myogenic Vector Expression
of Insulin-like Growth Factor I Stimulates Muscle Cell Differentiation and
Myofiber Hypertrophy in Transgenic Mice. J. Biol. Chem., 1995; 270: 121
[40] J.
Menetrey, C. Kasemkijwattana, C. S. Day, et al. Growth factors improve muscle
healing in vivo. J Bone Joint Surg Br, 2000; 82-B: 131 - 137
[41] Kristy
J. Miller, Deepa Thaloor, Sarah Matteson, et al. Hepatocyte growth factor
affects satellite cell activation and differentiation in regenerating skeletal
muscle. Am J Physiol Cell Physiol, 2000; 278: C174 - C181
[42] W
Barnard, J Bower, MA Brown, et al. Leukemia inhibitory factor (LIF) infusion
stimulates skeletal muscle regeneration after injury: injured muscle expresses
lif mRNA. J Neurol Sci, 1994; 123(1-2): 108-13
[43] S
Kirk, J Oldham, R Kambadur, et al. Myostatin regulation during skeletal muscle
regeneration. J Cell Physiol, 2000; 184(3): 356-63
[44] K
Sato, Y Li, W Foster, K Fukushima, et al. Improvement of muscle healing through
enhancement of muscle regeneration and prevention of fibrosis. Muscle Nerve,
2003; 28(3): 365-72
[45] JC
van Deutekom, SS Floyd, DK Booth, et al. Implications of maturation for viral
gene delivery to skeletal muscle. Neuromuscul Disord, 1998; 8(3-4): 135-48
[46] JC
van Deutekom, EP Hoffman, J Huard. Muscle maturation: implications for gene
therapy. Mol Med Today, 1998; 4(5): 214-20
[47] A
Shiotani, M Fukumura, M Maeda, et al. Skeletal muscle regeneration after
insulin-like growth factor I gene transfer by recombinant Sendai virus vector.
Gene Ther, 2001; 8(14): 1043-50
[48] J
Doukas, K Blouse, D Craig, et al. Delivery of FGF genes to wound repair cells
enhances arteriogenesis and myogenesis in skeletal muscle. Mol Ther, 2002; 5(5 Pt 1): 517-27
[49] T
Takahashi, K Ishida, K Itoh, et al. IGF-I gene transfer by electroporation
promotes regeneration in a muscle injury model. Gene Ther, 2003; 10(8): 612-20
[50] Sophie
B. P. Charge, Michanel A., RudnickiS. Cellular and Molecular Regulation of
Muscle Regeneration. Physiol Rev, 2004; 84: 209-239
[51] Zhuqing
Qu-Petersen, Bridget Deasy, Ron Jankowski, et al. Identification of a novel
population of muscle stem cells in mice: potential for muscle regeneration. J.
Cell Biol., 2002; 157: 851
[52] Kathyjo
Ann Jackson, Tiejuan Mi, Margaret A. Goodell. From the Cover: Hematopoietic
potential of stem cells isolated from murine skeletal muscle. PNAS, 1999; 96:
14482-14486
[53] Seal
P, Sabourin L A, Girgis Gabarda A, et al.Pax7 is required for the specification
of myogenic satellite cells. Cell, 2000; 102: 771-786
[54] Joon
Yung Lee, Zhuqing Qu-Petersen, Baohong Cao, et al. Clonal Isolation of
Muscle-derived Cells Capable of Enhancing Muscle Regeneration and Bone Healing.
J. Cell Biol, 2000, 150(5): 1085-1100
[55] Yong
Li, Johnny Huard. Differentiation of Muscle-Derived Cells into Myofibroblasts
in Injured Skeletal Muscle. Am. J. Pathol., 2002; 161: 895.
[56] So-ichiro
Fukada, Yuko Miyagoe-Suzuki, Hiroshi Tsukihara, et al. Muscle regeneration by
reconstitution with bone marrow or fetal liver cells from green fluorescent
protein-gene transgenic mice. J. Cell Sci., 2002, 115, 1285
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